Un nouveau type de biochar à partir de déchets chitineux d'Hermetia illucens avec un

Rapports scientifiques volume 13, Numéro d'article : 8306 (2023) Citer cet article

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L'élevage d'insectes génère des déchets sous forme d'excréments d'insectes et de résidus alimentaires. De plus, un déchet chitineux spécifique sous forme de larves d'insectes et d'exuvies de nymphes est également laissé. Des recherches récentes tentent de le gérer, par exemple en produisant de la chitine et du chitosane, qui sont des produits à valeur ajoutée. L'approche de l'économie circulaire nécessite de tester de nouvelles méthodes de gestion non standard qui peuvent développer des produits aux propriétés uniques. À ce jour, la possibilité de production de biochar à partir de déchets chitineux dérivés d'insectes n'a pas été évaluée. Ici, nous montrons que les pupes d'Hermetia illucens sont adaptées à la production de biochar, qui à son tour présente des caractéristiques originales. Nous avons constaté que les biochars ont un taux d'azote élevé, ce qui est rarement réalisable dans des matériaux d'origine naturelle sans dopage artificiel. Cette étude présente une caractérisation chimique et physique détaillée des biochars. De plus, l'analyse écotoxicologique a révélé l'effet stimulant du biochar sur la croissance racinaire des plantes et la reproduction de l'invertébré du sol Folsomia candida, ainsi que l'absence d'effet toxique sur sa mortalité. Cela prédispose ces nouveaux matériaux aux propriétés stimulantes déjà intégrées à être utilisés en agronomie, par exemple comme support d'engrais ou de bactéries bénéfiques.

Ces dernières années, l'utilisation industrielle des insectes pour l'alimentation animale et la production alimentaire a augmenté, en particulier dans les zones où les insectes ne sont pas traditionnellement consommés1. En Europe, lors de l'entrée en vigueur du règlement (UE) 2017/893 de la Commission, l'Union européenne a autorisé pour la première fois l'utilisation d'insectes et de protéines d'insectes dans la production d'aliments pour animaux d'aquaculture. Les espèces d'insectes qui satisfont aux exigences de sécurité énoncées dans le règlement ci-dessus comprennent Acheta domesticus (Linnaeus, 1758), Alphitobius diaperinus (Panzer, 1797), Gryllodes sigillatus (Walker, 1869), Gryllus assimilis (Fabricius, 1775), Hermetia illucens (Linnaeus , 1758), Musca domestica (Linnaeus, 1758) et Tenebrio molitor (Linnaeus, 1758)2. Deux mises en œuvre ultérieures du règlement de la Commission européenne ont approuvé Locusta migratoria (Linnaeus, 1758)3 et T. molitor4 en tant que nouveaux aliments pour l'homme. Désormais, A. domesticus et A. diaperinus sont également autorisés.

Les modifications législatives faciliteront le développement plus rapide de nouvelles branches dans les industries de l'alimentation humaine et animale basées sur la production d'insectes. Les excréments d'insectes combinés aux restes d'aliments, qui contiennent souvent des insectes morts, seront produits en plus grande quantité à mesure que l'utilisation des insectes dans la production alimentaire augmentera. Ces déchets sont généralement vendus comme engrais végétaux5 et ils peuvent également être utilisés comme substrat dans la production de biogaz6,7. Les insectes holométaboliques produisent également un type de déchets chitineux - les pupes, également appelées exuvies pupales, qui sont l'exosquelette des pupes. Ces déchets subsistent après l'émergence de la forme adulte de l'insecte. En règle générale, les pupes sont jetées avec tous les autres déchets de post-production ou mangées par les insectes dans les premiers stades de développement (d'après notre expérience avec l'élevage de H. illucens). Cependant, dans certains types de systèmes d'élevage pour certaines variétés d'insectes, ils peuvent être facilement récoltés. C'est le cas pour H. illucens, où de grandes quantités de pupes sont produites pendant la reproduction. Il existe des indices de l'utilité de ce type de déchets dans la production de chitine8.

Une autre possibilité, qui n'a pas encore été étudiée, est l'utilisation de pupes dans la production de biochar, qui pourrait être considérée comme une nouvelle méthode de valorisation de ce type de déchets. Le biochar ou biocarbone est produit par la dégradation thermique (pyrolyse) de matières organiques telles que des matières végétales ou des biodéchets (boues d'épuration ou résidus de biogaz)9. Le biochar peut être utilisé comme adsorbant dans les processus chimiques et industriels et peut agir comme un amendement du sol, qui influence la séquestration du carbone dans le sol, les émissions de gaz à effet de serre (GES), les conditions eau-air, ainsi que la croissance des plantes10.

H. illucens (la mouche soldat noire - BSF) est un insecte de l'ordre des diptères (Stratiomyidae), présent dans les hémisphères nord et sud. Ces dernières années, l'intérêt pour cet insecte s'est accru, en raison de ses propriétés intéressantes et de la variété de ses utilisations. Il peut être utilisé dans l'utilisation et le nettoyage de divers déchets de matières organiques dans un processus appelé entomoremediation11,12,13,14,15. Des études16,17,18,19 ont montré qu'il peut également être utilisé comme aliment pour d'autres animaux, ainsi que dans la production de biodiesel, et peut agir comme une source de nouveaux composés antimicrobiens20.

À notre connaissance, il n'y a pas de publications qui traitent de l'utilisation des déchets chitineux dérivés d'insectes dans la production de biochar. La production et l'application de biochar à partir de chitine de crevette isolée en tant qu'absorbant de colorant ont été récemment étudiées par Zazycki et al.21. Malgré de bonnes propriétés de décoloration, la production de biochar à partir de chitine présente des inconvénients sous-jacents, notamment son coût et son impact environnemental (des produits chimiques agressifs sont utilisés lors de l'extraction de la chitine). Les pupes de H. illucens contiennent de la chitine, et la production de biochar directement à partir de celles-ci minimiserait les coûts d'extraction et permettrait théoriquement de maintenir les propriétés de sorption positives de la chitine et de les transférer au biochar. De plus, cela indique une nouvelle façon de gérer les déchets chitineux et ne réduirait pas le pool de chitine pure provenant de sources marines disponible sur le marché, qui devrait plutôt être utilisée dans le développement de produits plus précieux (par exemple, les pansements à base de chitine)22. En référence à la gestion agressive par l'homme des ressources marines et océaniques (surpêche) et à leur pollution dévastatrice, l'utilisation directe des déchets d'insectes chitineux pour la production de biochar, sans extraction préalable de chitine, devrait également s'avérer plus respectueuse de l'environnement que celle des déchets chitineux. parties de krill ou de crevettes.

Ici, nous avons produit et caractérisé du biochar dérivé de déchets d'insectes chitineux, les pupes de H. illucens. Outre les propriétés physico-chimiques, une analyse approfondie de la teneur en contaminants potentiellement présents dans les biochars (métaux lourds et hydrocarbures aromatiques polycycliques (HAP)) ainsi que de la toxicité des biochars a été évaluée à l'aide de différents biotests (test de reproduction Collembola , Phytotoxkit, Microtox).

Des pupes de pupes de H. illucens ont été choisies comme matériau d'insecte pour la production de biochar. Les larves d'H. illucens ont été élevées en groupes au laboratoire de l'Institut d'agrophysique de l'Académie polonaise des sciences à Lublin (Pologne) dans un récipient en plexiglas (86 cm × 53 cm × 46 cm). Le nombre de larves dans le conteneur était de l'ordre de 1 500 à 2 000 individus. Les conditions de culture étaient : une température de 27 ± 1 °C avec une humidité du substrat de 50 à 80 % dans l'obscurité. Les larves ont été cultivées sur de la fibre de coco et nourries avec des carpes commerciales (fabricant : FloraZoo, Chełmża, Pologne) avec la composition suivante : 54,80 % de glucides, 25,00 % de protéines, 5,00 % de matières grasses et d'huile, 5,80 % de fibres brutes, 5,70 % de cendres, 1,25 % de lysine, 1,00 % de calcium, 0,97 % de phosphore et 0,40 % de méthionine (les pourcentages sont donnés sur la base du poids sec (DW)). Dans ces conditions, les larves se sont transformées en pupes au bout de 16 jours. Les pupes ont rampé hors de ce conteneur à la recherche d'endroits secs pour se métamorphoser et ont ensuite été collectées et transférées à l'insectarium, où les mouches ont émergé. Pour une production ultérieure de biochar, les pupes issues de l'élevage de H. illucens ont été prélevées telles quelles, sans aucune étape de purification. Le saut de l'étape de purification était lié au fait que les pupes n'étaient que légèrement contaminées par le substrat, et omettre tout traitement supplémentaire avant la pyrolyse peut être avantageux économiquement.

La pyrolyse a été réalisée dans un four de laboratoire modifié (L15/12, LAC, République tchèque) avec une alimentation en gaz. Les pupes séchées à l'air ont été placées dans des tubes de quartz et insérées dans le four. Avant le démarrage du chauffage, l'air à l'intérieur du four a été remplacé par un soufflage d'azote (pur à 99,99999 %) pendant 1 h à partir d'un générateur (Zefiro 5HP, Cinel, Portugal) d'un débit de 5 l min-1. Les pupes ont été pyrolysées pendant 30 min à trois variantes de température : 500 °C, 600 °C et 700 °C. Le flux d'azote était constant pendant le processus de pyrolyse. Lorsque la température dans le four était égale à la température ambiante et que les échantillons avaient refroidi, le flux d'azote a été arrêté et les biochars ont été retirés du four. Les biochars ont été étiquetés comme H500, H600 ou H700. La figure 1 montre les caractéristiques structurelles du matériau vierge et des biochars produits. Le biochar de H. illucens produit à toutes les températures a conservé la structure macroscopique des pupes.

L'apparition des pupes d'Hermetia illucens et des biochars obtenus à partir de celle-ci.

Le pH des biochars a été mesuré dans de l'eau distillée dans un rapport de 1:20 (p/v) après agitation des échantillons pendant 1,5 h à 300 tr/min (HD40d multi, HACH, CO, USA). Les DW des échantillons ont été déterminés après séchage à 105 ° C pendant 24 h. La teneur en solides volatils (VS) et en cendres a été analysée après avoir brûlé les échantillons dans un four à moufle à 550 ° C pendant 2 h. Une analyse porosimétrique a été réalisée à l'aide d'un analyseur Micromeritics Accelerated Surface Area and Porosimetry System (ASAP 2420) (Norcross, GA, USA). Les échantillons ont été dégazés à 200 °C pour atteindre une pression stable de 0,005 mm Hg dans des tubes en verre. Ils ont ensuite été placés dans de l'azote liquide, l'azote gazeux étant dosé (adsorption) jusqu'à l'obtention d'une pression P/Po spécifique, selon des points de mesure préalablement programmés et destinés à former une courbe d'adsorption. Lors de la désorption, l'azote introduit dans les pores des échantillons analysés a été éliminé en réduisant la pression dans les tubes de verre. La surface spécifique (SSA) des biochars a été calculée sur la base des équations de Brunauer-Emmett-Teller (BET) (adsorption multicouche). La sorption gravimétrique dynamique de l'eau a été mesurée par un analyseur intrinsèque Dynamic Vapor Sorption (DVS) (SMS, Royaume-Uni) à 20 °C. La teneur en C, H et N a été déterminée sur un analyseur CHN 2004 (Perkin Elmer, USA). La teneur totale en O a été déterminée par soustraction, comme suit23 :

La teneur totale en S a été déterminée par analyse ICP-OES (détails ci-dessous). Les spectres de spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FT-IR) des échantillons ont été enregistrés à l'aide d'un spectromètre Nicolet 6700A FT-IR (Thermo Scientific) équipé d'une réflectance totale atténuée au diamant (ATR). Les valeurs d'absorbance ont été évaluées entre 400 et 4000 cm-1. Chaque spectre résulte de 128 balayages sur une répétition. Les spectres ont été moyennés à partir de cinq répétitions24 avec le logiciel SpectraGryph 1.2 (Dr Friedrich Menges, Allemagne).

La microscopie électronique à balayage (SEM) des morphologies de surface des échantillons a été prise avec un Carl Zeiss AG Ultra Plus (Oberkochen, Allemagne) à une plage de grossissement comprise entre 150x et 50 000x sans revêtement. Les micrographies ont été faites en utilisant la technique de détection d'électrons secondaires sous vide poussé. La photographie par spectroscopie à rayons X à dispersion d'énergie (EDX) a été réalisée avec un détecteur de spectroscopie à dispersion d'énergie (EDS) (Brucker, Billerica, MA, US) monté dans le SEM, avec une résolution de 123 eV et une énergie de faisceau de 20 kV. Le temps de balayage de l'échantillon était de 300 s (temps réel).

Les diagrammes de diffraction des rayons X (XRD) des biochars ont été analysés avec un rayonnement Co Kα (λ = 1,78901 nm) à l'aide d'un instrument Empyrean (Malvern PANalytical, Royaume-Uni) fonctionnant à 40 kV et 25 mA. Un filtre en nickel a été utilisé pour absorber les rayons X Kβ Co sur le faisceau incident. Le diagramme de diffraction a été enregistré avec une vitesse de balayage de 0, 008 ° s-1, une taille de pas de 0, 02 ° 2θ et un temps de 2, 5 s par pas.

La minéralisation des échantillons de biochar a été réalisée dans une solution de HNO3 + HCl dans des proportions de 3:1 + 2 ml HF/échantillon. La teneur en éléments a été déterminée à l'aide d'un système de spectroscopie d'émission optique à plasma à couplage inductif (ICP-OES) (Thermo Scientific iCAP Series 6500) conformément à Bulak et al.25. Les longueurs d'onde suivantes (nm) ont été utilisées pour la détermination des éléments : Al 396.152, As 189.042, Ba 493.409, Be 265.045, Ca 184.006, Cd 226.502, Co 228.616, Cr 267.716, Cu 324.754, Fe 261.187, Ga 417 .206, Hg 184.950, K 766.490, Li 670.784, Mg 285.213, Mn 259.373, Mo 204.598, Na 589.592, Ni 231.604, P 178.284, Pb 220.353, S 180.731, Sc 361.384, Se 196.090 , Sr 421.552, V 310.230 et Zn 206.200. L'étalon interne de Y a été ajouté à chaque échantillon à une concentration de 5 ppm.

Des solutions mères de Ni2+, Cd2+ et Pb2+ ont été préparées en dissolvant Ni(NO3)2·6H2O, Cd(NO3)2·4H2O et Pb(NO3)2 dans de l'eau déminéralisée (HLP10, Hydrolab, Pologne). HNO3 ou NaOH ont été utilisés pour ajuster le pH 5 des solutions finales. La concentration en ions métalliques dans la solution finale était de 100 mg l-1. Chaque échantillon de biochar examiné (100 mg) a été mélangé avec 10 ml de chacune des solutions d'ions métalliques et agité à 250 tr/min à température ambiante (22 ± 2 ° C) pendant 24 h. Les biochars ont ensuite été séparés de la solution de fond par centrifugation à 12 000 rpm pendant 5 min26. La teneur en métal dans la solution de fond a été mesurée avec un ICP-OES (Thermo Scientific iCAP Series 6500).

La teneur en HAP librement dissous (Cfree) a été déterminée dans des suspensions aqueuses27. Un gramme de biochar (DW) broyé avec un mortier et un pilon a été secoué dans des flacons en verre (50 ml) avec 0,35 g de polyoxyméthylène (POM) et 40 ml d'eau Milli-Q (0,2 gl-1 NaN3 a été utilisé comme biocide). Après 28 jours, les bandes de POM ont été retirées de la solution, essuyées avec du papier absorbant et extraites à l'aide d'heptane: acétone (20 ml, 4: 1, v / v) par agitation horizontale (48 h). 16 HAP deutérés dans de l'isooctane (180 ng chacun, étalon interne) ont été ajoutés avant l'extraction. Une aliquote de 20 ml de la phase organique (après l'extraction du POM) a été évaporée à 1 ml sur un concentrateur sous vide rotatif (RVC 2-25CD plus, Martin Christ, Allemagne). L'extrait a été transféré dans un flacon de chromatographie en phase gazeuse (GC) et analysé par chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS).

La détermination de la teneur en HAP extractibles par solvant organique (Ctot) comprenait l'extraction d'échantillons par la méthode Soxhlet avec du toluène (125 ml) pendant 24 h à 160 °C (poids de l'échantillon 1 g DW), suivie du nettoyage de la extraits concentrés à l'aide de diméthylformamide (DMF)/hexane comme décrit par Brändli et al.28. La phase récupérée a été réduite et appliquée à une micro-colonne de verre ouverte (150 mm × 7 mm id), remplie (de bas en haut) de laine de verre, de gel de silice désactivé (10 % d'eau milli-Q, 3 cm) et sulfate de sodium anhydre, préalablement lavé avec 5 ml d'heptane. L'extrait a été élue avec 10 ml d'heptane. La concentration de l'éluat à un volume de 0,5 ml a de nouveau été effectuée avec un concentrateur sous vide rotatif. Les étalons deutérés PAH-Mix 9 (100 ng µl-1 de chaque composant dans du cyclohexane) ont été obtenus auprès du Dr Ehrenstorfer GmbH (Augsburg, Allemagne) et utilisés pour préparer une solution de mélange standard interne avec une concentration connue. L'étalon interne a été ajouté à chaque échantillon avant l'extraction.

Les extraits concentrés finaux ont été analysés par chromatographie en phase gazeuse (Trace 1300) spectrométrie de masse (ISQ LT) (GC-MS, Thermo Scientific). Une colonne capillaire fusionnée Rxi®-5 ms Crossbond® 5 % de diphényle et 95 % de diméthylpolysiloxane (30 m × 0,25 mm ID × 0,25 μm d'épaisseur de film) de Restek (États-Unis) a été utilisée avec de l'hélium comme gaz porteur à un débit constant de 1 ml min−1. La température du four GC a été programmée pour passer de 75 °C (temps de maintien 0,5 min) à 245 °C à 25 °C·min−1, puis à 300 °C à 4 °C·min−1 (temps de maintien 1 min) . Les températures de l'injecteur et du détecteur étaient de 310 °C. Les spectres de masse ont été acquis en mode d'ionisation électronique, tandis que le mode de surveillance des ions sélectionnés (SIM) a été réalisé avec les ions moléculaires sélectifs pour les HAP individuels. Les limites de quantification (LOQ) en fonction des HAP individuels variaient de 0,0002 à 0,3110 ng l−1 (Cfree) et de 0,1 à 0,7 µg kg−1 (Ctot) pour les concentrations de HAP et ont été obtenues à partir de trois fois la limite de détection (LOD ).

Des tests sur le Collembola Folsomia candida ont été réalisés selon la méthode 232 de l'Organisation de coopération et de développement économiques (OCDE). Les critères d'évaluation étaient la mortalité et la reproduction de F. candida. Les 10 individus sélectionnés au hasard prélevés dans une culture synchrone (âgés de 10 à 12 jours) ont été placés dans le récipient d'essai contenant 30 g d'échantillon de sol. Au cours de l'essai, les organismes ont été nourris avec de la levure sèche à raison de 10 mg par récipient. Les récipients d'essai ont été incubés à une température de 20 ± 1 °C, avec un éclairement de 400 à 800 lux et une photopériode de 16/8 (jour/nuit). L'humidité du sol, fixée à 40–60% de capacité de rétention d'eau, a été contrôlée une fois par semaine. Les tests ont été effectués en trois répétitions par échantillon de test. Après 28 jours, les individus ont été séparés du récipient d'essai pour déterminer le nombre d'individus adultes et juvéniles. Les organismes ont été comptés manuellement sur la base de photos prises avec un appareil photo numérique.

Pour évaluer l'effet des échantillons sur les plantes Lepidium sativum, un test Phytotoxkit a été réalisé. Le paramètre d'évaluation était l'inhibition de la croissance des racines après trois jours d'exposition aux biochars en phase solide et aqueuse. La phase liquide a été préparée selon le protocole EN 12457-229. Les échantillons de sol ont été mélangés avec de l'eau désionisée à une proportion de 1:10 (p:v, sol:eau) et ont ensuite été secoués dans un agitateur rotatif à 10 tr/min. L'extrait obtenu a été filtré à travers des filtres d'une porosité de 0,45 µm et la solution dérivée a été utilisée pour d'autres tests.

L'évaluation de la toxicité de l'extrait pour Aliivibrio fischeri a été réalisée sur la base des tests Microtox® avec un analyseur Microtox M500. L'inhibition de la luminescence a été déterminée après 15 min d'exposition des extraits à A. fischeri. Le logiciel Microtox Omni a été utilisé pour analyser les résultats. Les bioessais ont été réalisés en 6 répétitions. L'analyse et les mesures de longueur ont été réalisées à l'aide du logiciel Image Tool 3.0.

Toutes les analyses ont été réalisées avec au moins trois répétitions. Chaque valeur représente la moyenne ± SD (n = 3). Une analyse de variance (ANOVA) et le test de Tukey post-hoc (Statistica 13.1) ont été réalisés pour évaluer la signification des différences (p < 0,05) entre les valeurs moyennes comparées.

Les propriétés physicochimiques sont présentées dans le tableau 1. H500 et H700 avaient des pH très similaires, tandis que H600 avait des valeurs significativement inférieures. Le pH des biochars était principalement basique. Les différences de DW entre les biochars étudiés n'étaient pas significatives et s'élevaient à environ 95 ± 0,3 %. La teneur en cendres augmentait avec la température. Ces changements étaient significatifs (p < 0,05 ; sauf pour H600) et étaient 2,9 à 3,5 fois plus élevés que dans la matière première.

La SSA mesurée par la vapeur d'eau était la plus élevée pour H500 et la plus faible pour H700 (tableau 1). En revanche, le BET SSA mesuré par adsorption de N2 a démontré de faibles valeurs de SSA dans la plage de 2 à 12 m2 g-1 et aucune dépendance linéaire avec la température (le SSA était le plus élevé pour H600). H600 avait la plus petite largeur de pores et H500 la plus grande, avec H700 au milieu (tableau 1).

Les teneurs en C, H, N, O et S pour H500, H600 et H700 étaient respectivement comprises entre 40,635 et 45,505 %, 1,675 et 0,825 %, 7,235 et 5,600 %, 13,277 et 3,521 % et 0,685 et 0,790 % (tableau 1). Le rapport H/C diminue significativement avec une température plus élevée. De plus, le rapport O/C a également diminué (p < 0,05) (tableau 1).

La figure 2A montre les isothermes d'adsorption-désorption de la vapeur d'eau obtenues pour les biochars. Les isothermes étaient comparables au type IVa (selon l'Union internationale de chimie pure et appliquée, IUPAC), bien que le plateau à une pression de vapeur d'eau plus élevée n'ait pas été observé30, ce qui a été corroboré par des informations plus détaillées sur la sorption de N2. La forme de la boucle d'hystérésis indiquait l'existence de petites fentes à la surface du matériau30. La figure 2A suggère également l'existence de mésopores assez uniformes.

Isothermes d'adsorption-désorption pour : (A) la vapeur d'eau et (B) l'azote gazeux pour les biochars obtenus à partir de puparia Hermetia illucens.

L'évolution des courbes d'adsorption-désorption N2 ressemblait à l'adsorption de type IV (classification IUPAC) (Fig. 2B) et les hystérésis dans tous les cas étaient les plus similaires au type H3. Un seuil d'abaissement brutal s'est produit entre 0,4 et 0,5 P/Po.

La figure 3A–C montre des images SEM de pupes. Les faces internes des pupes étaient caractérisées par des cellules irrégulières (Fig. 3B). De l'extérieur, on observe la présence de poils (Fig. 3C). Après la pyrolyse, l'organisation cachée des cellules de construction des pupes devient visible, ce qui ressemble à une structure en nid d'abeille (Fig. 3D – F). Sous un grossissement de 10 000 × (Fig. 3G – I), les détails des pores peuvent être observés. La surface de H500 était lisse et aucun pore n'a été observé, tandis que la dépression centrale de la structure en nid d'abeilles était remplie de cendres (un matériau brillant) (Fig. 3G). H600 avait une structure poreuse bien développée avec différentes tailles de pores (Fig. 3H). H700 avait une surface fortement ridée sans pores clairement visibles. Sous un grossissement plus élevé de 20 000 × et 50 000 × (Fig. 4), il n'y avait toujours pas de pores visibles à la surface du biochar H500. En revanche, de nombreux pores partiellement remplis de cendres ont été observés dans l'échantillon H600, mais encore une fois, aucun pore n'était visible dans le H700. La figure 5 montre la répartition des éléments sélectionnés dans le matériau H600, choisis comme les plus intéressants en raison de la structure poreuse visible. Les éléments Ca, Cl, K, Mg, O, P et S forment des amas distincts en surface, qui correspondent aux endroits où les cendres étaient présentes. De plus, la carte EDX a démontré que N était uniformément réparti sur la surface de l'échantillon carbonisé (Fig. 5).

Photographies SEM de puparia Hermetia illucens à différents grossissements : (A) 200×, (B) 500× et (C) 500×. Photographies SEM de biochars obtenus à partir de puparia Hermetia illucens : (D) H500 à 1500× et (G) 10 000× ; (E) H600 à 2000× et (H) 10 000× ; (F) H700 à 2000× et (I) 10 000×.

Photographies SEM de biochars produits à partir de puparia Hermetia illucens : (A) H500 (20 000×) ; (B) H600 (20 000×); (C) H600 (50 000x); (D) H700 (20 000×); (E) H700 (50 000×).

Cartes de surface EDX des éléments sélectionnés (grossissement 10 000 ×) dans du biochar H600. L'image en haut à gauche montre une image SEM de l'échantillon.

Dans les échantillons de biochar et les pupes, 27 éléments ont été déterminés (tableau 2). Trois modèles dans les changements de concentrations d'éléments peuvent être distingués en fonction de la température de pyrolyse. Dans le premier groupe, les concentrations de Al, As, Ba, Co, Cr, Fe, K, Mg, Mo et Na ont augmenté dans l'ordre suivant : H600 < H500 < H700 (tableau 2). Dans le second groupe, ceux de Cd, Ni et Se ont augmenté dans l'ordre suivant : H600 < H700 < H500. En général, dans les deux groupes d'éléments, la plus faible concentration d'un élément donné s'est produite à une température de 600 °C. Le troisième groupe comprenait des éléments dont les concentrations augmentaient avec l'augmentation de la température de pyrolyse : Ca, Cu, Mn, P, S et Sr (c'est-à-dire H500 < H600 < H700). Le Pb était le seul élément dont la concentration diminuait avec l'augmentation de la température de pyrolyse. Pour des éléments tels que Be, Ga, Hg, Li, Sc et V, les changements dans leur teneur n'étaient pas significatifs (p < 0,05) dans aucun des matériaux étudiés.

La figure 6A présente les spectres FT-IR pour les biochars étudiés. Les matériaux obtenus dans cette étude présentaient un faible nombre de bandes caractéristiques situées principalement dans la région de 800 à 1800 cm-1 (tableau 3). De plus, les biochars n'avaient qu'une seule bande commune avec la matière première, qui se situait autour de 870–890 cm−1 et correspondait à l'étirement du cycle C–H aromatique dans un cycle saccharidique21 ou à la flexion C–H et à la flexion C=C dans l'alcène8. Tous les biochars montraient des bandes autour de 710 et 872 cm-1, mais seul H500 avait une bande faible à 1108 cm-1, ce qui, selon Qambrani et al.31, correspondait à un étirement C–O symétrique, par exemple dans la cellulose et l'hémicellulose. Fait intéressant, H600 avait l'intensité la plus élevée d'une bande de 1024 cm−1, ce qui correspondait à un étirement asymétrique C–O–C dans un anneau de saccharide, mais l'intensité la plus faible d'une bande à 1390 cm−1 (aromatique C=C, aliphatique α -C–H2, flexion phénolique O–H31, flexion CH et déformation symétrique CH320.

(A) Spectre FT-IR de biochars (H500–H700) obtenu à partir de puparia Hermetia illucens et (B) Modèle XRD obtenu pour H600 biochar.

La figure 6B présente un exemple des modèles de diffraction des rayons X du biochar H600, qui étaient communs à tous les biochars obtenus. Un pic pointu autour de 26,6 2θ° était distinctif. En outre, pour les biochars H. illucens, les principaux pics ont été trouvés à 34,2°, 42,2°, 46,1°, 50,8°, 55,0° et 56,0° respectivement. Le profil de diffraction a montré la présence de calcite (CaCO3) (basé sur la base de données PDF4 + 2018 de l'International Center for Diffraction Data (ICDD)).

Les biochars étudiés étaient caractérisés par la capacité d'adsorption la plus élevée pour le Pb (la moyenne pour tous les matériaux ensemble était de 9,6 ± 0,4 mg Pb g−1) (Fig. 7). Le deuxième plus élevé était Cd (8,8 ± 0,3 mg Cd g-1) et l'adsorption la plus faible a été identifiée pour Ni (6,9 ± 0,5 mg Ni g-1) (Fig. 7). La température de pyrolyse a affecté les capacités d'adsorption de différents métaux. Le biochar H700 avait une capacité de sorption significativement plus élevée pour le Ni (7,38 ± 0,09 mg Ni g−1) que les autres biochars pyrolysés à des températures plus basses. À son tour, la plus grande quantité de Cd a été absorbée par le biochar H600 (p < 0,05) et elle était de 9,19 ± 0,10 mg Cd g−1. La capacité d'adsorption du Pb augmentait avec la température de pyrolyse, donc H700 était caractérisé par la plus grande quantité d'ions Pb adsorbés (10,05 ± 0,06 mg Pb g−1).

Adsorption de métaux lourds sélectionnés sur des biochars (H500, H600, H700) obtenus à partir de puparia Hermetia illucens. Moyenne ± SD (n = 3). Différentes lettres indiquaient des différences statistiquement significatives (test de Tukey, p < 0,05).

Pour tous les biochars, le naphtalène (NAP) avait la contribution la plus élevée à la somme totale des HAP et variait de 49,5 à 59,6 % (tableau 4). Dans H500 et H700, l'acénaphtylène (ACY) était également répandu (19,2 à 25,0 %), tout comme le phénanthrène (PHE) dans H600 (17,3 %). La teneur en benzo[a]pyrène (BaP), connu pour ses propriétés cancérigènes, diminue avec la température de pyrolyse. Le Cfree PAH avec la contribution la plus élevée était également NAP (90,0 à 92,4 % de la somme totale). À la deuxième place dans chaque matériau se trouvait l'acénaphtène (ACE), avec une part de 2,8 à 3,6% dans la somme totale, et à la troisième place se trouvaient le fluorène (FLO) à la fois dans H500 et H700 (2,6 à 2,7%) et l'anthracène (ANT ) en H600 (1,7%) (Tableau 4).

Dans tous les biochars, le NAP avait également la contribution la plus élevée à la somme totale des HAP dans l'extrait d'eau (Cfree HAP), qui était de 90,0 à 92,4 % (tableau 4). Le deuxième contributeur le plus important dans chaque matériau était l'acénaphtène (ACE), avec une part de 2,8 à 3,6 % dans la somme totale. Le fluorène (FLO) a également été détecté dans tous les biochars, dans la plage de concentration de 1,7 à 2,7 %. Le phénanthrène (PHE) n'a été identifié que dans H500 et H700 dans la plage de concentration de 1,5 à 1,7 %. L'anthracène (ANT) n'était présent que dans H600 (1,7 % de la somme totale). La part des autres PVVIH dans la somme totale était inférieure à 1 % (tableau 4).

Tous les matériaux testés ont montré un effet de stimulation sur la croissance des racines de L. sativum, qui était significativement plus élevé pour H500 (Fig. 8). Cette tendance diminue avec la température de pyrolyse (Fig. 8). La stimulation de la croissance des racines s'est également produite pour les extraits d'eau quelle que soit la température pyrolytique - c'était la plus élevée et similaire pour H500 et H700 (63, 5% en moyenne), tandis que pour H600, elle n'atteignait que 12, 0 ± 1, 9% (Fig. 8). Les biochars n'ont eu aucun effet sur la mortalité de F. candida mais ont montré une forte influence sur la stimulation de leur reproduction (Fig. 8). Seul H600 a montré un effet inhibiteur sur la bioluminescence d'A. fischeri (Fig. 8).

Résultats des tests d'écotoxicologie pour les biochars produits à partir de pupes d'Hermetia illucens. Les effets des biochars étudiés sur : l'inhibition de la croissance des racines de Lepidium sativum en phase solide et dans les extraits aqueux, l'inhibition de la mortalité et de la reproduction de Folsomia candida et l'inhibition de la bioluminescence d'Aliivibrio fischeri. Moyenne ± SD (n = 3). Différentes lettres indiquaient des valeurs statistiquement significatives (test de Tukey, p < 0,05).

Le pH des biochars était principalement basique en raison des réactions de déshydratation thermique et de la formation de cendres32,33. Cependant, Hossain et al.34 ont prouvé qu'il dépend fortement du pH initial de la matière première. Une tendance inversement proportionnelle à la température a été observée pour la teneur en solides volatils (SV), et ce phénomène est bien connu33.

Les biochars étudiés avaient une faible SSA pour ce type de matériau. En général, la SSA moyenne a tendance à augmenter avec la température de pyrolyse31. Cependant, une diminution de la SSA peut être liée à une augmentation de la teneur en cendres due à la température de la pyrolyse, qui en colmatant les pores réduit la SSA des matériaux33, ou par les processus de frittage, qui se sont produits plus significativement lorsque la température a augmenté35. Le frittage a pu être prouvé par des images SEM à un grossissement × 50 000 (Fig. 4), qui ne montraient que de larges structures en forme de fente à la surface du biochar H700 par rapport au matériau H600, dans lequel une structure poreuse pouvait être vue.

Les biochars produits à partir d'une seule matière première peuvent avoir des SSA dans une large gamme en fonction des conditions de pyrolyse. Les biochars obtenus à partir de pupes de H. illucens étaient similaires dans ce paramètre aux biochars de : zeste d'orange (7,8–51,0 m2 g−1), écorce de palmier (2,5 m2 g−1), coquilles d'arachide (3,1 m2 g−1), aiguille de pin (0,7–19,9 m2 g−1), poix de pin (2,9–4,8 m2 g−1), copeaux de bois de pin (1,8–4,8 m2 g−1), litière de volaille (3,9 et 9,0 m2 g−1), tiges de soja ( 5,6 m2 g−1), solides et fumier de porc (4,1 et 5,7 m2 g−1), litière de dinde (2,6 m2 g−1) et fumier de sevrage (3,8 m2 g−1)33. Les biochars produits à partir de boues d'épuration et de résidus de biogaz peuvent également avoir une SSA dans une plage similaire, comme l'ont révélé Stefaniuk et Oleszczuk32 et Zielińska et al.33.

La largeur moyenne des pores responsables de l'adsorption de N2 dans les matériaux étudiés se situait dans la plage des mésopores (2 à 50 nm)30. Zielińska et al.33 ont montré une taille moyenne des pores comprise entre 5,7 et 14,0 nm dans les biochars provenant de différentes boues d'épuration. Stefaniuk et Oleszczuk32 ont prouvé que la taille des pores de certains biochars provenant de résidus de biogaz peut se situer dans une plage similaire à celle observée dans cette étude.

Les isothermes d'adsorption-désorption du N2 dans les matériaux de type IV se produisent dans les matériaux mésoporeux et se caractérisent par une condensation dans les pores mais sans atteindre le plateau de saturation35 (Fig. 2B). L'hystérésis H3 se produit dans des agrégats non rigides de particules en forme de plaque ou lorsque les macropores ne sont pas complètement remplis de condensat de pores30. Cela a mis en évidence la forme de pores en forme de fente caractéristique d'un absorbant de carbone33. De plus, le seuil de réduction brutal entre 0,4 et 0,5 P/Po indiquait une fois de plus des mésopores partiellement bloqués30.

La matière première (pupes) présentait une teneur en C et H similaire à celle de l'étude de Waśko et al.8, à la seule exception de la teneur en N, qui peut être liée aux régimes alimentaires différents des insectes et au fait que dans cette recherche, les pupes n'ont subi aucun nettoyage ou prétraitement. En général, la composition des pupes d'H. illucens était très proche de celle de la chitine pure d'origine marine21. Dans les travaux de Zazycki et al.21, des biochars à partir de chitine pure avaient été produits par pyrolyse à 800 °C/60 min. Ils ont déterminé que la teneur en C était aussi élevée que 81,30 %, tandis que les teneurs en H, N et O étaient de 2,15 %, 3,45 % et 13,10 %, respectivement. De même, Magnacca et al.36 ont déterminé que la teneur en C des biochars produits à partir de chitine marine était comprise entre 72,7 et 75,5 % pour les matériaux pyrolysés à 440 et 540 °C, mais pour les matériaux obtenus à 294 °C, la teneur en carbone était très similaire. à celle de la matière première (47,7 %). Dans la recherche citée, la teneur en H et N pour les matériaux obtenus à 440 et 540 ° C était de 3,5 à 2,8% et de 8,3 à 8,0%, respectivement. Les biochars produits à partir de pupes de H. illucens avaient des teneurs beaucoup plus faibles en C et H mais des niveaux similaires de N et O par rapport à la recherche mentionnée ci-dessus.

Les biochars étudiés dans cette étude étaient similaires en termes de teneur en C et H à : la litière de poulet (700 °C/60 min, 46 % C, 1,4 % H), la litière de poulet (620 °C/2 h, 41,5 % C, 1,2 % H), fumier de chèvre (400–800 °C/30 min, 42,7–43,6 % C, 1,7–0,8 % H), fumier de porc (400 °C/60 min, 41,8 % C, 1,0 % H), porc solide ( 700 °C/2 h, 44,1 % C, 0,7 % H) et litière de dinde (700 °C/2 h, 44,8 % C, 0,95 % H)31. La composition élémentaire a montré que les matériaux examinés dans cette recherche peuvent se situer entre les biochars obtenus à partir de fumier animal et la chitine marine pure.

La teneur en soufre des biochars présente beaucoup moins d'intérêt, comme le montre le fait que l'article de synthèse de Qambrani et al.31 n'a pas résumé son contenu. Les travaux de Zazycki et al.21 et Magnacca et al.36 ne l'ont pas non plus étudié. La teneur en S du biochar produit à partir de paille de maïs pyrolysée à des températures de 300 à 700 °C/6 h était de l'ordre de 0,32 à 0,58 %37. Les biochars fabriqués à partir de tiges de chêne et de maïs (500–850 °C) avaient des teneurs en S comprises entre 0,15–0,17 % et 0,61–0,80 %38. Récemment, Leng et al.39 ont examiné la teneur en S des biochars provenant de différentes matières premières. En général, dans les biochars fabriqués à partir de matières végétales, la teneur en S était comprise entre 0,015 et 0,550 %, mais était la plus élevée dans les biochars produits à partir de boues d'épuration (0,747 à 0,996 %) et ceux du fumier de poulet se situaient entre les deux. Ainsi, en termes de teneur en S, les biochars fabriqués à partir de pupes de H. illucens étaient les plus similaires aux biochars de fumier de poulet. En général, les biochars dérivés de la biomasse végétale et des fumiers animaux avaient une teneur en N inférieure à celle des matériaux obtenus dans cette étude (jusqu'à 4,9 % pour la litière de volaille granulée et 4,1 % pour les aiguilles de pin), tandis que la teneur en O différait dans une large gamme de valeurs31 . Dans ce contexte, les biochars dérivés de pupes de H. illucens constituent un matériau nouveau et intéressant avec une concentration en N naturellement élevée. Le biochar dopé en hétéroatomes, notamment en N, mérite une attention particulière. Par exemple, il peut être utilisé comme matériau électrocatalytique dans les piles à combustible microbiennes, les batteries lithium ou zinc-air et les supercondensateurs40.

La diminution des rapports H/C et O/C avec une température plus élevée indique une augmentation de la carbonisation et de l'aromatisation des liaisons C–C et une diminution de la présence de groupes fonctionnels oxygène en raison des réactions de déshydrogénation dans les biochars. L'abaissement des deux paramètres a indiqué l'hydrophobicité accrue des matériaux obtenus32,33. Les biochars à faibles valeurs H/C pourraient être utiles pour la séquestration à long terme du C dans le sol en raison de leur résistance à la dégradation microbienne33.

La microphotographie a montré la structure en nid d'abeille bien conservée des biochars, qui a survécu aux conditions de pyrolyse. Cette structure interne de la pupe était également visible au grossissement SEM dans la chitine pure extraite de celle-ci8. La douceur de la surface du biochar à des températures plus basses, comme dans H500, a déjà été observée par Pituello et al.41. La figure 3H a montré que la structure des pores s'était développée pour H600 mais pas pour H700. C'est pourquoi H600 avait la surface N2 BET la plus élevée (tableau 1). Une température plus élevée a provoqué la fermeture des pores précédemment présents en raison du froissement et du frittage. Il est donc probable qu'une structure de pores encore meilleure et une SSA plus grande pourraient être obtenues en ajustant plus précisément la température de pyrolyse.

Zhao et al.42 ont montré que la teneur en éléments des biochars augmentait avec la température du processus de production. Cependant, ce n'était pas toujours le cas. Des exceptions ont été démontrées pour les teneurs en Cu et Mn, qui étaient les plus élevées à 500 °C, alors que la température la plus élevée utilisée dans cette étude était de 600 °C42. Ces tendances non linéaires sont souvent observées dans la littérature et résultent de divers processus qui n'ont pas encore été caractérisés avec précision. Certains auteurs ont supposé que différents métaux pouvaient être volatilisés à des températures plus élevées au cours du processus41,42. Les biochars produits à partir de pupes de H. illucens étaient en général plus abondants en micro et macroéléments, par exemple, ils avaient une teneur plus élevée en Ca, Mg, Fe, Mn, Cu et Zn que le biochar des branches de pommier42. De même, la teneur en Zn des biochars de pupes de H. illucens était plus élevée que dans les matériaux produits à partir de résidus de taille de vigne41, ainsi que dans les granulés de bois et les broussailles43. Cela indique qu'il y aurait une valeur élevée de supplémentation en microéléments pour les plantes si ces biochars étaient utilisés comme biofertilisant.

Les biochars produits à partir de H. illucens avaient des concentrations plus élevées d'As et de Cd que les biochars de tous les matériaux végétaux et non végétaux étudiés par Pituello et al.41 et Marmiroli et al.43. Cependant, le Pb et le Ni étaient inférieurs par rapport aux biochars obtenus à partir des boues d'épuration et du digestat de déchets organiques municipaux, respectivement41. La teneur en Cr était également la plus faible dans les biochars dérivés de pupes contrairement aux matériaux mentionnés ci-dessus.

La teneur plus élevée en éléments par rapport aux biochars végétaux peut s'expliquer par le phénomène de bioaccumulation qui se produit chez H. illucens lors de l'alimentation. Certains métaux lourds, comme le Cd et le Zn notamment, sont connus pour subir une bioaccumulation chez cet insecte13,44. Proc et al.45 ont récemment démontré la capacité de H. illucens à bioaccumuler beaucoup plus d'éléments. Dans les pupes de H. illucens nourries avec des aliments non dopés, la bioaccumulation de Ba, Ca, Cu, Fe, Ga, Hg, Mg, Mo, Mn, P, S et Se a été démontrée, avec un facteur de bioaccumulation particulièrement élevé. obtenu pour Ca (12,02) et Mn (5,95)45.

L'analyse FT-IR de H500 a indiqué que les pupes utilisées pour la pyrolyse peuvent avoir été contaminées en surface par les résidus de substrat dans lesquels vivaient les larves (le substrat était à base de fibre de coco). A des températures plus élevées, ce résidu s'est désintégré et la bande a disparu. Les pupes prises pour l'expérience n'ont pas été nettoyées à dessein. Les laver avant la pyrolyse serait injustifié pour des raisons économiques dans les conditions d'une vraie entreprise voulant produire du biochar à partir de ce type de déchet. Quelques bandes présentées dans le tableau 3 (pics n° 6, 7 et 9) étaient similaires au biochar produit à partir de chitine de crevette purifiée21.

Dans le spectre XRD, le pic à 26,6 2θ° représentait une phase basale graphitique empilée dans le plan et signifiait la cristallisation du carbone46. Un pic haut et fin indique plus de cristallisation qu'une forme plus large en forme de colline. La présence de calcite a également été détectée dans des biochars fabriqués à partir de résidus de biogaz32 et de boues d'épuration33. Par rapport aux diagrammes de diffraction obtenus pour la chitine extraite de H. illucens puparia8, aucun pic allant de 9 à 25 2θ° n'a été observé dans H600. Dans les pupes brutes, ces pics indiquent une structure cristalline α-chitine8,21. La disparition de la structure cristalline s'est déjà produite à 600 ° C dans les pupes traitées et a été confirmée par l'absence de bandes amide I et amide II sur le spectre FT-IR (Fig. 6A). Ceci est cohérent avec l'observation de Zazycki et al.21.

Kılıç et al.47 ont rapporté que la capacité d'adsorption du biochar obtenu à partir de coques d'amandes à 650 °C était de 20 mg Ni g−1 (pH 6,0). Bogusz et al.48 ont montré une adsorption de Ni dans la plage de 16,6 à 34,2 mg Ni g−1 (pH 5,5) de biochars obtenus à partir de résidus après la production de biogaz. La plage de sorption de Ni sur différents biochars d'origine végétale et sur la litière de poulets de chair était de 1,17 à 19,80 mg Ni g−148.

Le biochar produit à partir de Miscanthus sacchariflorus à 300–600 °C avait une capacité d'adsorption pour le Cd à pH 7 de l'ordre de 11,40–13,24 mg Cd g−149. Le biochar généré à partir de fumier à 200 et 350 °C avait une sorption encore plus élevée : 31,9 et 51,4 mg Cd g-1 comme rapporté par Xu et al.50. En revanche, le biochar d'écorce de chêne obtenu à 400–450 °C et testé à pH 5 avait une capacité d'adsorption de ce métal beaucoup plus faible (5,4 mg Cd g−1)51 que les biochars obtenus à partir de pupes.

Les matériaux étudiés dans cette étude avaient une capacité d'adsorption du Pb beaucoup plus élevée que les biochars produits à partir de bois de pin et de paille de riz lors de la liquéfaction hydrothermale à 300 °C (qui adsorbaient respectivement 3,89 mg Pb g-1 et 1,84 mg Pb g-1)52. D'autres biochars d'origine végétale, comme le bois de pin, l'écorce de pin, le bois de chêne et l'écorce de chêne, pyrolysés à 400–450 ° C avaient une capacité d'adsorption du Pb comprise entre 2,62 (bois de chêne) et 13,1 (écorce de chêne) mg Pb g−1 (pH 5,0) comme révélé par Mohan et al.51. Une adsorption beaucoup plus élevée a été décrite par Lu et al.53 sur du biochar produit à partir de boues à 550 °C (30,9 mg Pb g-1 ; pH 5,0).

L'adsorption de Cd et de Pb sur les surfaces de biochar dépend principalement de l'échange de cations, de la complexation de surface, de la précipitation et, en particulier pour le Cd, des interactions électrostatiques également54. Les caractéristiques de sorption et les mécanismes responsables dépendent strictement du type de biochar et de la matière première, ainsi que des conditions de pyrolyse, en plus du pH de la solution, et peuvent varier considérablement54. La littérature citée permet de décrire le biochar de H. illucens puparia comme modérément adsorbant pour les métaux lourds discutés.

La teneur totale de 16 HAP de l'Agence américaine de protection de l'environnement (EPA) n'a pas dépassé la concentration maximale recommandée de 300 mg kg−1 DW55 et était considérablement inférieure à cette limite (168–249 µg kg−1 DW) (tableau 4). Le NAP était le HAP le plus abondant dans les biochars obtenus. Cela résulte d'une température de pyrolyse supérieure à 500 °C, à partir de laquelle le mécanisme radicalaire de formation des HAP commence à prédominer, entraînant la production de NAP comme composé le plus thermodynamiquement stable56. La teneur en Σ16 HAP dans l'extrait aqueux, qui sont biodisponibles et principalement responsables d'effets environnementaux négatifs56, se situait dans une fourchette encore plus basse de 48 à 72 ng dm−3 (tableau 4). En raison de sa faible concentration et de sa capacité à former des liens solides avec la surface du biochar, ce matériau agit comme un puits de sorption plutôt que comme une source de HAP56.

Les biochars provenant de pupes de H. illucens n'expriment aucune toxicité pour L. sativum et les invertébrés modèles du sol, même en dépit du fait que les matériaux testés contenaient une teneur totale en HAP plus élevée que celle rapportée par Kołtowski et Oleszczuk57. F. candida se trouve dans les sols du monde entier et appartient à la famille des Isotomidae des Collembolans. Egamberdieva et al.58 ont démontré l'ajout de biochar à la croissance des plantes stimulée par le sol grâce à la stimulation de la croissance des rhizobactéries. De plus, l'augmentation du taux de reproduction de F. candida pourrait également être liée à la stimulation de la croissance bactérienne, qui à son tour pourrait intensifier la décomposition de la matière organique dont se nourrit F. candida. Un seul effet négatif a été observé, à savoir l'inhibition de la bioluminescence d'A. fisheri causée par H600 (Fig. 8). En raison du fait que dans H600 la teneur en métaux lourds et autres éléments était soit plus faible soit statistiquement insignifiante que dans les autres biochars testés (tableau 2), les composés organiques ont été suspectés d'avoir un effet inhibiteur. En général, la toxicité des substances extractibles du biochar n'a pas été un sujet fréquemment discuté ou étudié, mais nécessite certainement une exploration en raison de la teneur en substances telles que les HAP, les dioxines, les goudrons, les furanes, les composés organiques volatils et les métaux lourds toxiques57,59. Intani et al.59 ont signalé la toxicité des biochars d'épis de maïs sur L. sativum, ce qui a affecté son taux de germination, la longueur des pousses et le poids des pousses fraîches. Kołtowski et Oleszczuk57 ont confirmé la toxicité élevée, moyenne et très faible des biochars produits à partir de miscanthus, de saule et de paille de blé, respectivement sur la bioluminescence d'A. fischeri et la survie de Daphnia magna.

Nos résultats démontrent comment la gestion non standard des déchets de l'industrie de l'élevage d'insectes en croissance dynamique peut être utilisée pour la production de biochar avec de nouvelles propriétés. Ce nouveau biochar a montré, pour la plupart des paramètres, des propriétés intermédiaires entre les biochars d'origine végétale et ceux produits à partir de fumier, de boues d'épuration et de boues de biogaz. Malgré le fait que ses propriétés de sorption étaient faibles, la teneur plus élevée en azote et de nombreux micro et macroéléments par rapport aux biochars issus de la biomasse végétale31 le rendent adapté à un usage agricole. La teneur en métaux lourds était dans (As, Cd, Mo, Zn) ou inférieure (Cr, Hg, Ni) à la norme pour les biochars développée par l'International Biochar Initiative55 et garantit son utilisation en toute sécurité. Le naphtalène était le HAP le plus abondant dans les biochars obtenus. La teneur totale de 16 HAP de l'US EPA n'a pas dépassé la concentration maximale recommandée de 300 mg kg−1 DW55 et était inférieure à cette limite (168–249 µg kg−1 DW pour la teneur totale et 48–72 ng l−1 pour les extraits aqueux ). Enfin, l'absence de toxicité, et de plus, l'effet de stimulation de la croissance sur la racine de L. sativum et la reproduction accrue de F. candida indiquent les propriétés remarquables des biochars produits, qui peuvent trouver une application pratique en agriculture. Par exemple, ces caractéristiques positives, associées à la surface étendue des biochars obtenus, permettent d'indiquer son utilisation potentielle, notamment en tant que support d'engrais ou de bactéries bénéfiques. Très intéressante serait l'activation de ce type de biochar, qui devrait se traduire par une surface beaucoup plus élevée et améliorer les propriétés de sorption. En raison de leur teneur élevée en N naturelle, l'étude de leurs propriétés électroniques, par exemple dans la formulation d'électrodes de supercondensateurs, définit également une direction potentielle pour les recherches futures. Cependant, la direction la plus importante dans un avenir proche sera probablement d'étudier les propriétés du biochar obtenu à partir des exosquelettes d'autres espèces d'insectes ainsi que de leurs excréments.

Les données seront mises à disposition sur demande auprès de l'auteur correspondant, Piotr Bulak.

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Cette recherche a été fondée par le National Science Centre, Pologne, Grant Number 2019/35/D/NZ9/01835.

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Patrick Oleszczuk

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Correspondance à Piotr Bulak.

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Bulak, P., Proc-Pietrycha, K., Kaczor, M. et al. Un nouveau type de biochar à partir de déchets chitineux Hermetia illucens avec un effet stimulant intégré sur les plantes et les arthropodes du sol. Sci Rep 13, 8306 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-35460-6

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Reçu : 24 janvier 2023

Accepté : 18 mai 2023

Publié: 23 mai 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s41598-023-35460-6

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